抗菌药物耐药性（AMR）广泛传播，已演变为“世纪危机”，抗生素滥用更是雪上加霜。据预测，到2050年，每年将有1000万人因AMR相关疾病离世。像耐碳青霉烯肠杆菌科（CRE），可引发多部位感染，血流感染（BSI）尤为常见。脓毒性休克患者每延迟一小时有效抗菌治疗，存活率便下降7.6%。与此同时，新型抗菌药物研发滞后，而快速AST对改善患者预后、遏制耐药性传播极为关键。血培养在BSI病原体诊断中发挥着不可替代的作用，阳性血培养物（PBCs）中细菌浓度较高，但同时也含有残留抗生素、血细胞、树脂颗粒和活性炭颗粒等干扰物质。传统AST方法依赖于过夜培养，并且基于毫升级别的培养，需要较长的孵育时间来积累显色因子，这导致了两个关键问题：难以在更早的时间点获得纯细菌悬液，以及AST时间过长。虽已有针对PBCs进行AST的研究，但存在操作繁杂或依赖先进设备等问题。离心微流控技术在即时检测（POCT）方面潜力巨大，然而现有方法多针对纯化培养物或简单样本，且依赖显微镜检测，在资源有限地区适用性欠佳，因此急需不依赖复杂检测设备的AST替代方法。在此背景下，本研究构建了一种基于裸眼检测的细菌增殖传感器。该方法通过触变凝胶离心法快速分离细菌，将细菌与不同浓度抗生素混合后注入微流控芯片，经3-5小时孵育，再通过离心形成可视化微条带，最终凭借肉眼观察条带长度判断细菌生长状况，确定最小抑菌浓度（MIC）。此方法将检测时间大幅缩短至3-5小时，且无需复杂设备，适宜资源有限地区（图1）。

研究首先展开实验优化了离心时间、微通道宽度、细菌-抗生素孵育时间，确定了最佳的研究条件。实验结果表明，离心力设置为600 g、离心时间为12分钟时，细菌能够在微流控通道中高效富集且保持活性。同时，微通道宽度为100 µm时，细菌沉积最为均匀，富集长度的变化能够清晰地反映细菌生长情况。此外，对于大肠杆菌，3小时的孵育时间足以观察到明显的生长差异，而对于生长速度较慢的细菌，如金黄色葡萄球菌，4至5小时的孵育时间更为合适。在此基础上，研究进一步通过标准菌株验证了该方法的有效性。对大肠杆菌敏感株（ATCC 25922）和耐药株（ATCC 35218）、金黄色葡萄球菌（ATCC 29213）的检测显示，其MIC结果与CLSI标准值一致。同时，结合触变凝胶离心法处理PBCs，可高效去除红细胞（去除率> 99%）并保留有效菌浓度（图2）。针对临床脑脊液、胆汁、腹水和血液等6例阳性样本的AST结果，与VITEK-2系统等临床标准方法高度吻合，且检测时间较传统方法缩短1-2天（图3和表1）。

总体而言，本研究开发出基于离心微流控技术的肉眼可见细菌增殖传感器，该传感器融合宏观培养室与微观检测微通道，通过离心把细菌浓缩为可见微条，实现肉眼直接观察细菌生长，摆脱了对显微镜或复杂设备的依赖。此外，结合触变凝胶离心法处理PBCs，能高效分离细菌，无需过夜培养，将检测时间大幅缩短至3-5小时，比传统方法快1-2天。这两大创新显著提升检测效率、降低检测成本，尤其适用于资源有限环境。实验结果与临床标准方法高度一致，验证了其准确性与可靠性。所以，本研究为感染性疾病的快速诊断与治疗提供了新的技术手段，具备重要临床应用价值与广阔应用前景。

图1  传统方法与细菌增殖传感器法的PBCs样本AST流程对比

图2  触变凝胶离心法从人工PBCs中分离细菌的效率评估。（a）从PBCs中分离的细菌悬液的OD600值。（b）红细胞（RBCs）的去除效率。通过血细胞计数器（hemacytometer）观察分离前后的红细胞数量，计算红细胞的去除效率。（c）原始PBCs和分离后的细菌悬液的显微照片。（d-e）分离后的细菌悬液与纯细菌悬液在微流控芯片中的富集长度比较。分离后的细菌悬液在微流控芯片中的富集长度约为纯细菌悬液的一半，说明分离后的细菌悬液中可能含有杂质，但细菌浓度仍然足够高，可以用于AST检测。

图3  细菌增殖传感器针对3例临床样本的AST结果汇总。

表1  细菌增殖传感器和临床标准AST方法针对6例临床样本获得的MIC结果比较

原文链接：https://doi.org/10.1016/j.snb.2024.136048