全球抗菌药物耐药性（AMR）已成为日益严峻的公共卫生威胁，传统抗菌药物敏感性检测（AST）因依赖细菌增殖培养，需 20 至 24 小时甚至数天才能出结果，不仅延误临床精准用药，还因无法识别细菌单细胞异质性，易导致经验性使用广谱抗生素，进一步加剧耐药性问题。近日，韩国忠南大学联合翰林大学、梨花女子大学的研究团队开发出基于活性氧（ROS）的液滴微流控 AST 平台，可在 90 分钟内完成最低抑菌浓度（MIC）测定，且能实现单细胞水平的细菌表型异质性分析，与临床金标准检测结果一致性超 0.95，为床旁快速药敏诊断和耐药机制研究提供了全新工具。

该平台的核心创新在于跳出了传统 AST 依赖细菌生长的检测逻辑，利用杀菌抗生素会诱导细菌产生 ROS、引发氧化应激的特性，将 ROS 作为抗生素作用的早期表型标志物。研究团队通过微流控技术，将细菌、ROS 敏感荧光染料与抗生素共包封于单分散液滴中，并在芯片上通过流量控制构建连续的抗生素浓度梯度，让不同液滴形成独立的微反应体系，实现多浓度抗生素的平行检测。

图 1：直观展示基于活性氧的微流控液滴平台开展快速抗菌药敏检测的五大核心操作流程。

为解决传统 ROS 检测易受细胞密度干扰的问题，团队设计了双重归一化分析方法：通过延时荧光显微镜同步采集液滴内 ROS 荧光信号和细菌数量，先将 ROS 强度按瞬时细胞数归一化，再计算其相对基线的倍数变化，以此作为药敏判定依据。当归一化 ROS 倍数变化超过阈值时，即可判定为细菌对该浓度抗生素敏感，对应的最低浓度即为 MIC。该分析方法还能消除液滴体积、荧光染料装载量等系统误差，大幅提升检测准确性。

图 2：呈现环丙沙星作用下金黄色葡萄球菌的 ROS 荧光、细胞形态及归一化 ROS 倍数变化等 MIC 快速测定关键数据。

研究团队完成了多维度验证，先以大肠杆菌、金黄色葡萄球菌为模式菌株，对 8 种不同作用机制的抗生素开展检测，结果与临床金标准肉汤微量稀释法（BMD）的相关系数 R²>0.95；在对 20 株临床分离菌的测试中，包括耐甲氧西林金黄色葡萄球菌（MRSA）、耐多药金黄色葡萄球菌、耐粘菌素及敏感型大肠杆菌等临床常见耐药菌株，该平台的 MIC 检测结果与 BMD 偏差均在 ±1 个两倍稀释范围内，验证了其临床适用性。

图 3：绘制五种不同作用机制抗生素对金黄色葡萄球菌的归一化 ROS 倍数变化随时间的动态曲线。

更重要的是，该平台实现了单细胞水平的细菌表型异质性分析，能识别出传统批量检测中被忽略的耐药亚群。研究发现，即使在超 MIC 的抗生素浓度下，仍有少量细菌呈现缓慢生长状态，这类 ROS 响应降低的持留样细胞，正是导致临床抗生素治疗失败、耐药性进化的关键，为解析抗生素作用机制提供了全新的单细胞视角。

相较于现有微流控 AST 技术，该平台还具备低成本、易操作的优势，无需复杂的高分辨率光学设备和细菌基因标记，仅依靠普通荧光显微镜和低成本 ROS 荧光探针即可实现检测，且适用于革兰氏阳性、阴性菌，对杀菌、抑菌类抗生素均有效，系统复杂度低，具备良好的临床转化潜力。

研究团队表示，该平台将 AST 检测时长从数天缩短至 90 分钟，突破了传统技术的时间限制，同时实现了药敏检测与单细胞异质性分析的一体化，未来若整合细菌前处理模块，可直接应用于血液、痰液等临床样本，助力临床减少经验性广谱抗生素使用，提升抗菌药物管理效率，为应对全球 AMR 威胁提供了高效的诊断技术支撑。

参考文献：Kim J S, Hwang B H, Kim J, et al. A ROS-based droplet microfluidic platform for rapid antimicrobial susceptibility testing and single-cell heterogeneity analysis[J]. Sensors and Actuators B: Chemical, 2026: 139747.