鼠伤寒沙门氏菌是食品安全领域需要重点防控的典型食源性致病菌，常污染蛋、奶等高蛋白食品，且感染剂量极低，少量污染即可引发腹泻、呕吐和胃肠炎等严重后果，因此建立更快速、更灵敏、更可靠的检测手段具有明显现实意义。现有培养法虽然经典，但检测周期长；PCR对样本处理、技术条件和仪器要求较高；ELISA在灵敏度和稳定性方面仍有局限，难以同时满足复杂食品基质下的快速筛查需求。与此同时，传统检测更多停留在发现病原体层面，缺少检测后即时控制能力，容易留下二次污染风险。基于此，本研究从适配体高特异识别出发，进一步结合多价适配体、级联核酸扩增和纳米酶功能放大，旨在构建一种兼顾超灵敏检测与同步灭活的新型平台，为食源性致病菌现场快速监测和精准防控提供新的技术思路。

该研究围绕“食源性致病菌能否在被高灵敏检测的同时被及时控制”这一核心问题，构建了一个多价适配体驱动的“4+1”纳米酶平台。首先，作者设计了两类关键功能单元：Fe-PDs-HP1作为兼具荧光和类过氧化物酶活性的信号与功能材料，Fe₃O₄-Apt1作为靶菌富集与磁分离载体，二者共同组成整个平台的物质基础（图1）。在工作机制上，鼠伤寒沙门氏菌首先触发c-Apt释放，继而启动EXPAR和HCR级联扩增，形成携带大量Apt2位点的DNA纳米线，从而构建多价识别骨架；PAGE结果以及有无菌条件下的光谱变化进一步证明，该级联反应能够顺利发生，并引起荧光增强、比色减弱的双模响应（图2）。

图1  “4+1”纳米酶平台的构建及其对鼠伤寒沙门氏菌的双模检测与协同灭活机制示意图。

图2  检测平台可行性验证。A为EXPAR-HCR级联扩增检测原理示意图；B为EXPAR与HCR的PAGE验证；C为有无靶菌条件下体系的荧光发射光谱；D为有无靶菌条件下体系的吸收光谱。

在此基础上，作者进一步解释了信号产生的机理。平板计数和SEM结果表明，Fe₃O₄-Apt1能够有效捕获鼠伤寒沙门氏菌，捕获效率约为80.1%，说明前端识别与富集是有效的（图3A）。动力学分析显示，细菌结合后Fe-PDs的Km升高、Vmax降低，说明细菌会遮挡Fe-PDs的催化位点，削弱其对TMB-H₂O₂体系的催化活性，这正是比色信号下降的根本原因（图3B-E）。在性能层面，平台表现出较高特异性，能将鼠伤寒沙门氏菌与多种常见食源性致病菌区分开来；同时在3×10¹到3×10⁷ CFU/mL范围内实现稳定定量，其中荧光模式检出限为7.7 CFU/mL，比色模式检出限为8.7 CFU/mL，形成了互相印证的双模自校验检测体系（图4）。进一步在牛奶加标样品中验证时，荧光模式回收率为85.0%至112.3%，RSD为6.1%至8.2%；比色模式回收率为82.3%至89.7%，RSD为4.0%至8.3%，说明该平台在复杂食品基质中仍具有较好的准确性、重复性和实际应用潜力（表1）。

图3  鼠伤寒沙门氏菌检测机理分析。A为Fe₃O₄-Apt1对鼠伤寒沙门氏菌的捕获效率及扫描电镜表征；B、D为不同底物浓度下的Michaelis-Menten动力学曲线；C、E为对应的Lineweaver-Burk双倒数图。

图4  鼠伤寒沙门氏菌双模检测性能分析。A为双模检测原理示意图；B和C为平台特异性评价；D到G为荧光和比色模式下的定量检测结果。

表1  鼠伤寒沙门氏菌传感平台在牛奶样品中的应用。

最后，文章并未止步于“检出”，而是进一步证明平台具有“处理”能力：H₂O₂+Fe₃O₄+Fe-PDs组在45 min时对鼠伤寒沙门氏菌的灭活率达到98%，并且SEM、ROS探针荧光以及活死菌染色结果一致表明，该平台可通过协同产生活性氧破坏细菌膜结构，实现高效灭活（图5）。

图5  “4+1”平台对鼠伤寒沙门氏菌的灭活效果及机制分析。A和B展示不同处理条件下鼠伤寒沙门氏菌的平板计数结果及灭活效率定量分析，表明H2O2 + Fe₃O₄ + Fe-PDs组具有最强抑菌作用。C为各处理组细菌的扫描电镜形貌，显示联合处理后细菌出现明显皱缩、膜破裂及胞内物质泄漏。D为DCFH-DA探针检测的ROS荧光结果，说明Fe₃O₄与Fe-PDs协同促进活性氧生成。E为DAPI/PI活死菌染色结果，显示联合处理组死亡细菌比例最高。

本研究提出了一种将靶标识别、信号放大、双模读出与细菌灭活整合于同一体系的新策略。该平台不仅实现了对鼠伤寒沙门氏菌的灵敏检测与可靠识别，还进一步赋予检测体系后续灭活能力，突破了传统方法重检测、轻控制的局限。研究表明，食品安全检测技术可由单一诊断向检测与控制协同一体化方向发展，这为食源性致病菌的快速筛查与风险干预提供了新的方法学思路。

原文链接：https://doi.org/10.1021/acs.analchem.5c08087