山东农业大学张锦丽副教授：灵芝发酵小麦麸皮多糖：纯化、结构特征和降脂机制

肥胖及相关代谢紊乱的患病率日益上升，这与不健康的饮食模式密切相关，尤其是高脂饮食的大量摄入。肥胖是一项全球性健康挑战，其特征是脂肪过度堆积，导致体重增加，并使人易患多种慢性疾病目前已有他汀类药物、奥利司他、阿卡波糖等用于治疗脂质代谢紊乱的药物，但长期使用这些药物往往会产生不良副作用，因此迫切需要寻找天然、安全且有效的替代方案。在新兴的替代方案中，植物来源的天然多糖因其毒性低且具有广泛的生理益处（包括降脂活性）而备受关注。研究表明，从多种植物中提取的多糖能够抑制脂质吸收、促进脂质排泄，并调节脂质代谢通路中的关键酶，例如调控甘油三酯合成、胆固醇稳态、脂肪酸氧化和胆汁酸代谢的相关酶类。然而，多糖的降脂功效会因其分子结构、单糖组成及理化性质（如溶解度、黏度和发酵性）的不同而存在显著差异。

全小麦谷物被广泛认为是调节脂质的优质膳食成分，这可能得益于麦麸中富集的多糖。尽管麦麸具有可观的营养价值，且经适当加工后对人体健康有益，但由于其适口性较差，通常被用作动物饲料或用于生产沼气。小麦果皮是麦麸的最外层，其多糖含量尤为丰富，主要成分为阿拉伯木聚糖（AX），约占其组成的46%。这些多糖复杂地嵌入由纤维素、木质素和酚类化合物（如阿魏酸）构成的基质中，而酚类化合物会与细胞壁聚合物发生交联，限制多糖的提取和生物利用度，为多糖的高效回收和功能利用带来挑战。利用公认安全（GRAS）微生物进行固态发酵（SSF），已成为一种具有潜力的可持续生物技术，可用于提高多糖的提取率，并改变多糖的结构和生物活性。研究表明，固态发酵能显著改变植物来源多糖的分子量、单糖组成和糖苷键，进而增强其生物活性。

研究内容

鉴于小麦果皮中多糖含量较高，且灵芝能够通过固态发酵对复杂多糖进行酶解修饰，本研究提出假设：灵芝固态发酵可产生结构修饰后的水溶性多糖，且该多糖具有更强的降脂活性。然而，目前关于灵芝固态发酵对小麦果皮多糖结构变化及生物活性的综合研究较为有限。本研究旨在填补这一空白，通过灵芝对小麦果皮进行发酵，随后对主要多糖组分进行提取、纯化和详细的结构表征。此外，研究还利用油酸（OA）诱导的HepG2细胞模型，评估了所分离多糖的降脂活性，为其作为功能性成分用于治疗高血脂及肥胖相关代谢紊乱的潜在应用提供参考。本研究不仅有助于深入理解真菌发酵作为提升谷物麸皮生物活性的工具，还为将小麦加工副产物转化为促进健康的资源做出了贡献。

研究结果

Fig. 1. Changes in mycelial growth and substrate structure during SSF. A, Mycelial growth of G. lucidum. From top to bottom: surface view, cross-sectional view, and internal view of the fermentation substrate at different time points. B, Changes in fungal biomass of G. lucidum. C, Effect of SSF and subsequent incubation on soluble pentosan content. D, Effect of SSF and subsequent incubation on the structural integrity of wheat pericarp. From left to right: non-fermented wheat pericarp, 6 d fermented wheat pericarp, and 6 d fermented wheat pericarp followed by incubation.

Fig. 2. Changes of enzyme activities of G. lucidum during SSF. A, filter paper cellulase (FPase), endoglucanase (CMCase), cellobiohydrolases (CBHase), β-glucosidase, xylanase. B, laccase. C, feruloyl esterase.

Fig. 3. Purification and the initial structural characterization of FPP-1-a. A, flow chart for the purification of FPP-1-a. B, in vitro lipid-lowering activity of isolated crude polysaccharide fractions, B1, fat-binding capacity of WPPs; B2, fat-binding capacity of FPPs; B3, bile salt-binding capacity of WPPs; B4, bile salt-binding capacity of FPPs; B5, cholesterol-binding capacity of WPPs; B6, cholesterol-binding capacity of FPPs; B7, pancreatic lipase inhibition of WPPs; B8, pancreatic lipase inhibition of FPPs. C, elution curve of FPP-1-a and FPP-1-b. D, UV–vis absorbance spectrum of FPP-1-a. E, molecular weight distribution chromatogram of FPP-1-a. F, monosaccharides composition chromatogram of FPP-1-a.

Fig. 4. TGA (A), XRD patterns (B), SEM (C) and AFM (D) of FPP-1-a.

Fig. 5. 1D and 2D NMR of FPP-1-a. (A) 1H NMR. (B) 13C NMR. (C) 1Hsingle bond1H COSY. (D) 1Hsingle bond13C HSQC. (E) 1Hsingle bond13C HMBC. (F) The proposed structure of FPP-1-a.

Fig. 6. Effect of FPP-1-a (A), lovastatin (B) and OA (C) on the viability of HepG2 cells and OA-induced lipid accumulation in HepG2 cells (D-E)

Fig. 7. Effect of different concentrations of FPP-1-a on expression of lipid metabolism related genes in OA-induced HepG2 cells. (A) AMPK. (B)PPARγ. (C) SREBP-1c. (D) ACC. (E) FAS. (F) SCD-1. (G) PPARα. (H) CPT-1a.