从基因转移到蛋白转移：抗生素压力下，细菌还有一套隐藏的生存策略

抗生素进入细菌群体后，我们通常想象的是一场单向清除：敏感细胞被杀死，少数耐受细胞侥幸存活。但真实的微生物世界可能更复杂。

6月25日，《Science》的研究报道“Antibiotics stimulate protein transfer to persister cells” ，提出了一个值得重新思考的问题：在抗生素压力下，细菌不仅会进入休眠、降低代谢，还可能通过膜囊泡（membrane vesicles）接收邻近细胞送来的蛋白质。

这项研究关注的不是经典的水平基因转移（horizontal gene transfer, HGT），而是水平蛋白转移（horizontal protein transfer, HPT）。换句话说，细菌交换的不一定是“说明书”DNA，也可能是已经做好的“工具”蛋白。更有意思的是，接收这些蛋白的，恰恰是那些最让临床头疼的抗生素持留细胞（persister cells）。

细菌之间，真的能交换“现成蛋白”吗？

细菌交换遗传物质并不新鲜。质粒、噬菌体、转化、接合，这些机制都能让抗性基因在群体中传播。但蛋白质不同。蛋白质通常寿命有限、容易降解，也不具备DNA那样可复制的遗传属性。因此，过去关于“细菌能否交换功能性蛋白”的证据，多数偏间接。

研究人员为此设计了一个非常巧妙的遗传读出系统。供体大肠杆菌（Escherichia coli）表达Cre重组酶（Cre recombinase），受体菌则携带一个被倒置破坏的 galK 基因。只有当Cre蛋白进入受体细胞、促使 loxP 位点重组后，galK 才能恢复功能，受体细胞才能在半乳糖培养基上生长，形成 Gal⁺ 菌落。

这个系统的关键优势在于：它把一次不可见的蛋白转移事件，转化成了可计数的菌落。

在没有抗生素时，供体和受体共同培养后，Gal⁺ 受体出现频率约为 3.4 × 10⁻⁷。加入环丙沙星（ciprofloxacin）后，变化非常剧烈。研究人员使用的是最低抗生素浓度（minimum antibiotic concentration, MAC），对野生型大肠杆菌为 8.5 ng/ml，这个剂量可使16小时培养物滴度降低90%，但不是完全抑菌。结果，Cre转移频率提高了 超过4000倍，达到约 1.4 × 10⁻³。

这不是环丙沙星独有的现象。使用羧苄青霉素（carbenicillin）时，在 5 μg/ml 条件下，转移频率也提高了约 70倍。这说明，抗生素诱导的蛋白转移并不局限于某一类药物。

快速抓重点：环丙沙星把Cre蛋白转移频率推高超过4000倍，羧苄青霉素也能推高约70倍，提示这不是单一药物的偶然效应。

更进一步，研究人员还证明这种转移可以跨菌种发生：铜绿假单胞菌近缘模式菌 Pseudomonas putida 能把Cre转移给大肠杆菌受体，其转移频率与大肠杆菌供体相近。换句话说，这可能不是某个工程菌系统中的偶然现象，而是一类更普遍的细菌应激行为。

不是DNA，也不是必须“贴身接触”

一个自然疑问是：受体细胞恢复Gal⁺，会不会其实是拿到了 cre DNA 或 cre mRNA，而不是Cre蛋白？

研究人员用一组降解标签实验排除了这个可能。他们给Cre蛋白加上SsrA降解标签，使其被ClpP蛋白酶降解。结果，在 cre-ssrA 供体中，Cre蛋白消失，转移事件也检测不到；而在缺失 clpP 的背景下，Cre蛋白恢复，转移也随之恢复到约 10⁻⁶ 水平。与此同时，Cre mRNA 水平并没有显著差异。这组结果说明，决定转移是否发生的是Cre蛋白本身，而不是mRNA或DNA。

另一个问题是：细菌之间是否需要直接接触？答案也是否定的。研究人员将经环丙沙星诱导的供体培养物过滤，得到无细胞上清液。只用这个上清液孵育受体，仍然能产生与完整供体细胞相近的转移频率。这意味着蛋白转移可以通过细胞外颗粒完成，不需要细胞贴在一起。

但游离蛋白并不够高效。当研究人员用与供体上清中相当浓度的纯化Cre蛋白处理受体时，转移频率比供体上清低约 140倍。这提示Cre不是简单地漂浮在培养液中，而是被某种结构保护并递送。

后续过滤实验进一步支持这一点。Cre相关转移活性会被 100 kDa 截留膜保留，却能通过 1000 kDa 截留膜，说明它处于比单个38 kDa Cre蛋白大得多的复合物中。蛋白酶、SDS等处理对纯化Cre影响更大，而能扰动膜结构的非离子去污剂对上清转移影响更明显。这些线索共同指向一个候选载体：膜囊泡。

真正的“快递车”：低密度膜囊泡

为了确认载体身份，研究人员对上清进行超速离心，得到富集转移活性的沉淀组分，再通过密度梯度超速离心（density gradient ultracentrifugation, DG-UC）分成F1到F10。结果显示，大部分转移活性集中在低密度组分 F2到F5，其中 F2和F3 活性最高。Cre蛋白也主要出现在F2和F3。

F2和F3的浮力密度为 1.13–1.16 g/ml，符合细菌膜囊泡的典型密度范围。冷冻电子断层成像（cryo-electron tomography, cryo-ET）在这些组分中观察到形态不一的囊泡，内部有低或高电子密度货物，符合携带蛋白或核酸内容物的特征。

研究人员还将Cre与荧光蛋白mVenus融合。荧光显微镜显示，在环丙沙星处理的供体上清中，Cre-mVenus信号全部与膜染料FM4-64标记的囊泡共定位。F2和F3组分中的颗粒浓度约为 1.9–6.2 × 10⁸ 个/ml，平均直径约 60 nm，分布可延伸到 200 nm。更关键的是，不同组分的转移效率并不只取决于囊泡数量。F2和F3中大约每 20–30个 Cre⁺ 囊泡 可对应一次转移事件，而F4到F6需要约 100–500个 Cre⁺ 囊泡。原因可能是F2和F3中的囊泡每个携带的Cre约高 10倍。

这些数据让“膜囊泡介导蛋白转移”从相关性走向了更直接的证据链：转移活性、Cre蛋白、荧光信号、膜结构、颗粒密度和囊泡形态在同一低密度组分中汇合。

供体和受体不是同一种状态：同一群细菌分成了两类角色

最值得关注的地方在于，抗生素并不是简单地让所有细菌都“多吐囊泡”。它似乎促使同一遗传背景的细菌群体分化成两类状态：一类成为供体，释放含蛋白囊泡；另一类成为受体，摄取这些囊泡内容物。

供体状态与Psp膜应激反应（phage shock protein response, Psp response）有关。PspA属于保守的ESCRT-III样膜重塑蛋白超家族（ESCRT-III-like membrane-remodeling proteins），与膜弯曲、裂解和修复有关。质谱显示，PspA富集在具有转移活性的F2和F3囊泡中。荧光共定位实验进一步显示，与单独mScarlet相比，mScarlet-PspA与Cre-mVenus颗粒共定位频率高约 7倍。

功能实验更直接。单独删除 pspA 时，供体上清转移降低约 4倍，细胞基础转移降低约 10倍；删除整个Psp调控子（Δpsp）时，Cre⁺囊泡减少约 7倍，上清转移下降 超过8000倍，而细胞生长并未明显受影响。这说明，Psp反应不是简单影响生长状态，而是参与了转移囊泡的形成和有效递送。

但在受体细胞中，逻辑反过来了。删除受体的 pspA 会使Cre摄取下降 超过5000倍；令人意外的是，若删除整个Psp调控子，摄取缺陷又被救回。这意味着，供体需要Psp激活来释放囊泡，而受体需要Psp抑制来高效摄取蛋白。抗生素压力下，同一群细菌内部出现了功能分工：有的负责“发货”，有的负责“收货”。

核心结论：同一遗传背景的细菌在抗生素压力下并非同步反应，而是分化为释放囊泡的供体与摄取蛋白的受体。

持留细胞为什么要接收蛋白？

研究人员随后用单细胞转录组学（single-cell transcriptomics）追踪受体状态。他们构建了 loxP-mScarlet 荧光报告系统，使Cre进入受体后可切换荧光表达。供体和受体共同孵育后，约 16000个细胞 被纳入分析，并分为5个转录簇。其中 cluster 3 含 361个细胞，表现出更高的mScarlet相对表达和更低的msGFP2表达，提示该群体富集了发生Cre介导切换的蛋白摄取细胞。

这些细胞有什么特征？答案指向休眠与持留。

Cluster 3 中，6S RNA编码基因 ssrS 富集，平均mRNA UMI计数低于其他细胞群，提示整体转录活性偏低。同时，它高表达 relA、spoT 和 hipA 等与翻译抑制相关的基因。RelA和SpoT合成警报素（p）ppGpp，后者能降低核糖体基因转录并抑制蛋白合成；HipA则是经典的抗生素持留调控因子。与此一致，cluster 3 的核糖体蛋白基因表达下调。

这形成了一个有张力的画面：最可能接收外源蛋白的，并不是代谢最活跃的细胞，而是那些降低翻译、降低能量需求、接近持留状态的细胞。它们自己少生产蛋白，却可能从邻近活跃细胞那里获得现成蛋白。

HipA的功能实验支持这一判断。删除受体 hipA 后，蛋白转移频率降低约 10倍；过表达HipA则在没有环丙沙星时也能使受体蛋白摄取增加约 100倍。但如果在供体中过表达HipA，环丙沙星诱导的上清转移反而被抑制。HipA像一个状态开关：在受体中促进摄取，在供体中压低释放。

这不是耐药，却能让细菌更难被清除

持留细胞（persister cells）与耐药菌不同。耐药通常意味着最低抑菌浓度（minimum inhibitory concentration, MIC）升高，细菌获得了稳定遗传或功能改变；持留则更像一种可逆生理状态，少数细胞在抗生素杀伤下暂时活下来，药物移除后又能恢复生长。

这项研究中，蛋白摄取与持留能力出现了强关联。研究人员先让受体接触供体上清，再洗涤并给予高剂量环丙沙星 850 ng/ml 处理6小时。结果，Gal⁺ 细胞的持留频率 超过40%，比Gal⁻细胞高约 28倍。这种优势并不限于环丙沙星；在致死羧苄青霉素处理下，Gal⁺细胞存活也比Gal⁻细胞高 超过10倍。

这一现象不太可能由耐药解释。研究中排除了抗性改变、培养基选择以及Cre活性本身等因素。更重要的是，当删除 hipA 时，Gal⁺相对于Gal⁻的生存优势降低约 2倍；当同时删除（p）ppGpp合成酶 relA 和 spoT 时，这种优势降低约 9倍。这说明，蛋白摄取细胞的抗生素存活优势很大程度上依赖HipA—（p）ppGpp轴。

研究人员还用囊泡富集组分进一步验证因果关系。与囊泡耗竭组分相比，囊泡富集组分能显著提高Gal⁺细胞的持留水平；相反，用 0.1% SDS 干扰囊泡转移时，Gal⁺持留显著下降，而受体总体活力并未受损。也就是说，膜囊泡不仅与持留状态伴随出现，而且可能直接增强了蛋白摄取细胞在致死抗生素下的生存。

临床启发：持留不是传统意义上的耐药，但会让细菌在致死抗生素压力下更难被彻底清除。

抗生素压力下的群体策略：不是每个细胞都做同一件事

这项研究很有启发的地方，不只是发现“蛋白可以转移”，而是揭示了抗生素压力下细菌群体的一种分工逻辑。

在供体侧，亚抑制浓度抗生素诱导Psp膜应激反应，促进释放PspA⁺、富含蛋白的膜囊泡。在受体侧，HipA活性升高，Psp反应被抑制，细胞蛋白翻译下降，进入更接近持留的状态，同时获得摄取囊泡内容物的能力。供体像仍在运转的生产者，受体像进入低功耗模式的幸存者。一个细菌群体并非整齐划一地“对抗抗生素”，而是在同一压力下分化出不同角色。

为什么休眠细胞需要外源蛋白？一种可能是，持留细胞自身降低蛋白合成后，仍需要少量关键蛋白维持最低限度的修复和生存，例如核糖体成分、代谢酶或DNA修复因子。另一种可能是，囊泡携带的不只是蛋白，也可能包括信号分子，进一步加固休眠状态。论文并未把这些可能性全部证明，因此应把它们看作后续研究方向，而不是已经完成的结论。

重新理解抗生素：它可能也在重塑细菌社交网络

这项研究给抗感染策略提出了一个不太舒服的提醒：抗生素并不只是杀伤细菌，也可能改变细菌之间的物质交换方式。亚抑制浓度抗生素尤其值得关注，因为它可能诱导某些应激程序，使细菌群体产生更强的囊泡介导转移能力。

当然，这并不意味着临床上应该简单否定抗生素。事实恰恰相反，抗生素仍是治疗细菌感染的核心工具。在抗生素治疗失败、感染复燃、慢性感染和生物膜相关感染中，是否存在类似的蛋白共享网络？如果有，能否通过抑制膜囊泡形成、阻断囊泡摄取，或者把这条通路改造成向持留细胞递送毒性货物的入口？

目前，这项研究主要基于大肠杆菌和 Pseudomonas putida 的实验系统，距离复杂宿主体内感染环境还有距离。不同菌种、不同抗生素、不同微生态结构中，HPT是否同样普遍，仍需要更多证据。但它已经把一个长期模糊的问题推进了一大步：细菌在压力下交换的不只是基因，也可能交换功能性蛋白；抗生素没有立即杀死的细胞，可能并不是孤立地等待，而是在接收来自邻居的分子支持。

当我们把细菌群体看成由不同状态细胞组成的动态系统，而不是一堆彼此独立的单细胞时，抗生素持留也许会显得更容易理解：生存从来不只是个体属性，也可能是一种群体层面的协作结果。

参考文献

Wen AX, Bos J, Panda D, Hagstrom KM, Singh S, Mageswaran SK, Wang X, Hu B, Welch KT, Cooke MB, Halliday JA, Deus Ramirez L, Martinez AE, Chang YW, Weitz DA, Herman C. Antibiotics stimulate protein transfer to persister cells. Science. 2026 Jun 25;392(6805):eadx3972. doi: 10.1126/science.adx3972. Epub 2026 Jun 25. PMID: 42348700.