在过去二十年中，耐药菌感染的日益流行导致了AMR的出现，这已成为全球公共卫生和农业实践中的一大威胁。若不采取积极有效的管控措施，预计到2050年，AMR将导致全球每年额外增加1000万人的死亡，并造成100万亿美元的经济损失。目前，抗生素的滥用进一步加剧了AMR的传播，而多重耐药和泛耐药感染的迅速增长使得开发快速的AST工具变得尤为迫切。这种工具能够协助临床开具合适的治疗方案，提高感染管理效率，从而优化抗生素的使用。目前，AST主要分为两类技术：基因型AST和表型AST。基因型AST通过聚合酶链反应（PCR）、全基因组测序（WGS）等分子技术检测耐药基因，从而判断细菌对某种药物的敏感或耐药性。尽管这些方法通常快速且灵敏，但基因型与表型之间的不一致性限制了其有效性。表型AST是常规临床评估的金标准，包括微量肉汤稀释法（BMD）和纸片扩散法，通过直接测量抗生素存在下细菌的生长情况来评估细菌的药敏性。然而，这些基于大体积细菌生长测定的方法通常需要18-24小时甚至更长的潜伏期，导致抗生素的使用往往是经验性的，可能会加剧耐药性问题。为了加速传统AST方法或开发更快、更简单的系统，微流控技术作为一种新兴的诊断技术受到了广泛关注。微流控技术通过缩小反应体积和加速检测流程，为快速AST提供了新的思路。基于此，Jiahong Chen等人设计并开发了一种无标记电学阻抗微流控平台应用于细菌的药敏鉴定，其工作原理可以概述为：利用处于对数生长期的细菌（浓度为10⁶ CFU/mL）与抗生素共孵育30 min后注入微流控芯片中进行电学特性分析：未处理的细菌（B₀）和经抗生素处理的细菌（B）在电学特性上存在明显差异，由此根据细菌的电学不透明度（opacity，|B - B₀|/B₀）【探针频率：40 MHz】变化判断细菌的生理状态。参考阈值：电学不透明度变化超过20%（图1）。

针对此构建的平台，作者主要进行了2项测试（图2）：（1）MIC值的界定。利用3株大肠杆菌（Eco1、Eco2和Eco3）与0到4 mg/L浓度梯度环丙沙星（CIP）共孵育30 min后，在40 MHz下测定细菌的电学不透明度，并根据阈值判定菌株的MIC值。结果显示，Eco1的MIC低于0.0625 mg/L。Eco2的MIC值为0.25 mg/L。Eco3的MIC大于4 mg/L。此结果与BMD结果一致。（2）抗生素断点的分析。根据CLSI指南，使用环丙沙星断点浓度0.25 mg/L和1 mg/L对上述3株大肠杆菌进行敏感性分类。结果显示，Eco1和Eco2在0.25 mg/L时电学不透明度的变化超过20%，表明它们对环丙沙星敏感（S）。Eco3在1 mg/L时电学不透明度的变化接近0，表明其耐药（R）。在断点分析上，作者还扩展了研究列表，包括抗生素：诺氟沙星，四环素，亚胺培南和头孢他啶，细菌：肺炎克雷伯。结果显示，本研究鉴定结果与纸片扩散法定性结果完全一致，由此显示了方法的通用性（图3和表1）。

总的来说，本研究展示了一种无标记AST方案，相较于传统方法，具有很强的时间经济性，仅需30分钟的细菌-抗生素共孵育时间及2分钟的电学阻抗检测，即可实现细菌的药敏鉴定，且鉴定结果与传统方法保持高度一致。不过，值得关注的是，研究的检测范围非常局限，主要致力于分析3例大肠杆菌和2例肺炎克雷伯菌，对阳性菌并未涉猎。另外，文章立意单细菌水平上的AST分析，但是研究一直处于纯培养物的鉴定状态，尚未涉及到实际样本，也即并未充分发挥“单细菌水平”的优势。未来的研究需要进一步验证和优化，以推动该技术在更广泛的临床和公共卫生领域的应用。

图1  无标记电学阻抗微流控AST平台的工作原理和流程概述。（a）七电极微流控阻抗芯片的结构。（b）细菌的等效电路模型与阻抗频率响应。（c）抗生素处理前后细菌的阻抗散点图。（d）无标记电学阻抗微流控AST分析。

图2  基于无标记电学阻抗微流控AST平台的针对环丙沙星的MIC值和临床断点分析。（a）不同浓度环丙沙星处理下大肠杆菌的电学特性散点图。（b）细菌电学特性变化的定量分析。（c-e）3株大肠杆菌的肉汤稀释法和光密度（OD600）鉴定结果。（f）采用纸片扩散法对3例大肠杆菌的断点分析。

图3  不同抗生素机制的断点分析。（a）不同抗生素处理后的细菌电学特性散点图。（b）不同抗生素处理后的电学不透明度定量分析。

表1 无标记电学阻抗微流控平台与传统纸片扩散法的AST结果一致性评价

原文doi：10.1002/smll.202303352